PL

Wyposażenie i metody badawcze ZBiPRC

Wyposażenie i metody badawcze

Metody biologii komórkowej i molekularnej

  • Izolacja komórek pierwotnych oraz ich hodowla,
  • Praca z liniami komórkowymi:
    • hodowla komórek adherentnych i zawiesinowych,
    • transfekcja komórek,
    • transdukcja komórek przy użyciu wektorów lentiwirusowych,
  • Izolacja DNA i RNA z tkanek, hodowli komórkowych i płynów ustrojowych
  • Analiza ekspresji genów metodą real-time RT PCR,
  • Analiza polimorfizmów genowych metodą sekwencjonowania DNA,
  • Analiza ekpresji białek metodą Western-Blot,
  • Immunocytochemia i immunohistochemia,
  • Cytometria przepływowa,
  • Analizy ELISA,
  • Klonowanie/PCR,
  • detekcja specyficznych fragmentów DNA przy użyciu metody hybrydyzacji Southern blot.

Wyposażenie

  • komora laminarna do hodowli komórkowych HERASAFE KS ThermoScientific,
  • inkubator do hodowli komórkowych 2x,
  • RealTime PCR Applied Biosystems Step One Plus,
  • Pegasus 4D, GCxGC TOF MS,
  • IN Cell Analyzer 2000HS,
  • mikroskop odwrócony jasnego pola Olympus CKX41,
  • czytnik płytek infinite m200pro Tecan,
  • aparat do elektroforezy DNA/RNA oraz białek z zestawem grzebieni,
  • zestaw do elektrotransferu,
  • aparat do elektroforezy z zestawem grzebieni,
  • system do komputerowej analizy nasienia CASA,
  • autoklaw,
  • myjka ultradźwiękowa Elma Elmasonic S 100H,
  • piec do sterylizacji suchej,
  • homogenizator UltraTurax,
  • wirówka ThermoScientific STR8 z chłodzeniem i zmiennymi rotorami na próbówki 1.5, 2.0, 15 i 50 ml,
  • wirówka laboratoryjna z chłodzeniem.

Czytaj więcej

Współpraca międzynarodowa ZBiPRC

Współpraca

  • Prof. Nafis Rahman Department of Physiology, Institute of Biomedicine, Faculty of Medicine, University of Turku, Finlandia
  • Prof. Xiangdong Li, State Key Laboratory of Agrobiotechnology, College of Biological Sciences, China Agricultural University, Beijing, Chiny
  • Prof. Marek Zygmunt Klinik und Poliklinik für Frauenheilkunde und Geburtshilfe, Universitätsmedizin Greifswald, Niemcy
  • Prof. Adolfo Rivero- Müller, Katedra i Zakład Biochemii i Biologii Molekularnej, II Wydział Lekarski z Oddziałem Anglojęzycznym, Uniwersytet Medyczny w Lublinie
  • Prof. dr hab. Violetta Dymicka-Piekarska, Zakład Laboratoryjnej Diagnostyki Klinicznej, Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej, Uniwersytet Medyczny w Białymstoku
  • Dr hab. Wioletta Ratajczak-Wrona, Zakład Immunologii, Wydział Farmaceutyczny z Oddziałem Medycyny Laboratoryjnej, Uniwersytet Medyczny w Białymstoku

Czytaj więcej

Aktualne projekty i granty badawcze ZBiPRC

Projekty i granty badawcze

  1. Utworzenie i scharakteryzowanie unieśmiertelnionych linii komórkowych adipocytów PCOS oraz kontrolnych – praca statutowa na rok 2024.
  2. Badania mechanizmu persystencji ludzkiego wirusa cytomegalii w komórkach nowotworów układu rozrodczego – praca statutowa na rok 2023.
  3. Opracowanie modelu badawczego zaburzeń funkcji macicy w cyklu jajnikowym i wczesnej ciąży –  Funkcjonalna rola receptorów hormonów steroidowych w rozwoju receptywnego endometrium – praca statutowa na rok 2022.
  4. Funkcjonalna charakteryzacja genów typowych dla jajnika potencjalnie zaangażowanych w patofizjologię endometriozy (Grant Polskiego Towarzystwa Ginekologicznego).
  5. Rola kwasu lizofosfatydowego (LPA) i sfingozyno-1-fosforanu (S1P) oraz ich receptorów w procesie proliferacji, migracji i decidualizacji komórek stromy ludzkiego endometrium (grant NCN, Preludium, numer projektu: 2014/13/N/NZ4/04408).
  6. Molekularne mechanizmy interakcji pomiędzy progesteronem, mifepristonem a jądrowymi i błonowymi receptorami progesteronowymi w komórkach nowotworowych gonad in vitro (grant NCN preludium, numer projektu 2013/09/N/NZ5/01831).
  7. Udział antropogennych ksenobiotyków w rozwoju niepłodności męskiej (grant NCN Opus, numer projektu: 2012/05/B/NZ7/02391).

Czytaj więcej

Wyposażenie i metody badawcze ZPCM

Wyposażenie

  1. Spektrofotometr UV/VIS NanoDrop2000
  2. Wirówka Eppendorf 5430R
  3. Thermostat Plus Eppendorfa z wyposażeniem
  4. Analizator składu ciała BioScan 920-2 Maltron
  5. Inkubator CO2-O2 NU-4950E Autoflow z płaszczem wodnym i regulacją wilgotności
  6. Komora laminarna Biohazard NU 480-400E z wyposażeniem
  7. Mikroskop badawczy OLYMPUS IX51 do prowadzenia obserwacji techniką jasnego pola, kontrastu fazowego i fluorescencji.
    Mikroskop z wyposażeniem do mikrofotografii (Kolorowa kamera cyfrowa OLYMPUS UC30, oprogramowanie OLYMPUS CellSens Entry).
  8. Łaźnia wodna z wytrząsaniem B5-11
  9. Trans-Blot Turbo  System, aparat do ultra szybkiego transferu metodą półsuchą do 4 małych i dwóch średnich zeli
  10. Mini-PROTEAN Tetra Cell, aparat do elektroforezy białek i kwasów nukleinowych

Metody badawcze

  1. Klamra hiperinsulinemiczna normoglikemiczna
  2. Kalorymetria pośrednia
  3. Analiza składu ciała metodą impedancji bioelektrycznej
  4. Ocena stężeń wybranych białek w surowicy metodą ELISA
  5. Biopsja mięśnia obszernego bocznego uda
  6. Biopsja tkanki tłuszczowej podskórnej brzusznej
  7. Izolacja komórek jednojądrzastych krwi obwodowej
  8. Analiza ekspresji genów w tkankach metodą RT-PCR
  9. Analiza zawartości białek w tkankach metodą Western blot
  10. Hodowle komórek mięśni szkieletowych

Czytaj więcej

PNEUFISH

logotypy_pneufish

Mamy kolejny duży projekt unijny. Projekt zatytułowany „Pneumatyczna metoda pozyskiwania ikry ryb – możliwości aplikacyjne oraz wpływ na parametry jakościowe i ilościowe gamet oraz dobrostan tarlaków” (Akronim: PNEUFISH) uzyskał akceptację Ministerstwa Rolnictwa i Rozwoju Wsi i będzie realizowany w latach 2010 – 2015 w ramach Programu Operacyjnego „Zrównoważony rozwój sektora rybołówstwa i nadbrzeżnych obszarów rybackich 2007-2013” (akronim PO RYBY; Oś priorytetowa 3.5 – Projekty Pilotażowe). Projekt będzie realizowany przez Zespół Biologii Gamet i Zarodka wraz z pięcioma gospodarstwami rybackimi, wybranymi w ramach procedury przetargowej. Kwota uzyskanego wsparcia finansowego wynosi 8 655 812 zł. Dalekosiężnym celem Projektu jest opracowanie i doskonalenie metod chowu i hodowli ryb oraz rozwój badań w zakresie rybactwa śródlądowego (Cele generalne Programu Operacyjnego RYBY). Szczegółowym celem naukowo-badawczym i praktycznym Projektu jest opracowanie i ewentualne wdrożenia innowacyjnej metody pozyskiwania oocytów ryb z zastosowaniem sprężonego gazu w produkcji ryb łososiowatych, jesiotrowatych oraz szczupaka.

Próbnie przeprowadzone tarło ryb łososiowatych i jesiotrowatych z zastosowaniem wspomnianej metody pozwoliło na znaczne skrócenie czasu wycierania ryb oraz pozyskanie gamet o bardzo dobrej jakości. Metoda ta stwarza nowe możliwości nie tylko w hodowli ryb łososiowatych w Polsce, ale i innych gatunków, których samice owulują ikrę do jamy ciała. Projekt ma za zadanie dostosowanie parametrów metody do specyfiki biologicznej kilku gatunków ryb, których produkcje prowadzi się na terenie Polski. Szczególna uwaga poświęcona będzie możliwości pozyskiwania tą drogą ikry ryb jesiotrowatych. Potencjałem metody pneumatycznego pozyskiwania oocytów jest efektywność i prędkość, z jaką pozyskuje się oocyty (4-10 krotnie szybciej niż metodami klasycznymi) oraz jej niską inwazyjność dla ryb zapewniającą doskonałe warunki dobrostanu tarlaków.

Realizacja projektu:

dr Radosław Kajetan Kowalski
Zespół Biologii Gamet i Zarodka
e-mail: r.kowalski@pan.olsztyn.pl ; tel. +48 89 539 31 33

Czytaj więcej

Biuro Wspierania Badań

Sekcja komunikacji i współpracy międzynarodowej

Iwona Kieda
Kierownik sekcji
e-mail: i.kieda@pan.olsztyn.pl
tel. +48 887 808 ​082

Tomasz Jeliński
e-mail: t.jelinski@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 22

Justyna Banasiak
Specjalista ds. realizacji projektu
e-mail: j.banasiak@pan.olsztyn.pl
tel: +48 89 500 32 21

Krzysztof Wilczek
Specjalista ds. grantów
e-mail: k.wilczek@pan.olsztyn.pl
tel: +48 89 500 32 23

Agnieszka Kliks-Pudlik
Specjalista ds. promocji badań
e-mail: a.kliks-pudlik@pan.olsztyn.pl

Edyta Jermakow
Specjalista/Brand manager
e-mail: e.jermakow@pan.olsztyn.pl
tel: +48 89 500 32 23

Sekcja rozwoju i projektów inwestycyjnych

Katarzyna Capłap
Kierownik sekcji
e-mail: k.caplap@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 35

Janusz Wróblewski
Specjalista ds. nieruchomości
e-mail: j.wroblewski@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 37

Katarzyna Gawdzińska-Duda
Specjalista ds. Funduszy Strukturalnych
e-mail: k.gawdzinska-duda@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 36

Sekcja monitoringu i rozliczeń projektów

Anna Gwizdek-Wiśniewska
Kierownik sekcji
e-mail: a.gwizdek-wisniewska@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 30

Monika Wysocka-Kawa
Specjalista ds. rozliczeń finansowych
e-mail: m.wysocka-kawa@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 30

Natalia Grodzka
Specjalista ds. rozliczeń finansowych
e-mail: n.grodzka@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 30

Sekcja rozwoju i zasobów ludzkich

Maciej Cieślik
HR Business Partner
e-mail: m.cieslik@pan.olsztyn.pl
tel: +48 89 500 32 40

Zakrzewska-Hałuszka Iwona
Starszy specjalista ds. organizacyjnych
e-mail: i.zakrzewska-haluszka@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 42

Agnieszka Sikorska
Starszy specjalista ds. rozwoju zasobów ludzkich
e-mail: a.sikorska@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 500 32 41

Czytaj więcej

Oddział Nauk o Żywności

Kontakt:

dr hab. Barbara WRÓBLEWSKA, prof. nadzw.
Zastępca Dyrektora ds. Naukowych
e-mail: b.wroblewska@pan.olsztyn.pl
tel. +48 89 523 46 88
fax: +48 89 524 01 24

ZAKŁAD BIOSENSORÓW

kontakt: prof. dr hab. Jerzy Radecki
tel. +48 89 523 46 12; e-mail:j.radecki@pan.olsztyn.pl

  • potencjometria,
  • cykliczna woltamperometria,
  • spektroskopia impedancyjna,
  • waga kwarcowa,
  • pomiar kąta zwilżalności,
  • mikroskopia sił atomowych,
  • mikroskopia prądu tunelowania,
  • skaningowa mikroskopia elektrochemiczna,
  • metoda rezonansu plazmonów powierzchni.

ZAKŁAD IMMUNOLOGII I MIKROBIOLOGII ŻYWNOŚCI

kontakt: dr hab. Barbara Wróblewska, prof. nadzw.
tel. +48 89 523 46 88; e-mail: b.wroblewska@pan.olsztyn.pl

I. Weryfikacja przydatności technologicznej materiału biologicznego:

  • badanie aktywność fermentacyjnej szczepów,
  • screening aktywności enzymatycznej,
  • badanie żywotności/przeżywalności  szczepów w produktach spożywczych świeżych i po przechowywaniu,
  • badanie wrażliwość na czynniki technologiczne (tj. temperatura, ciśnienie, pH, i inne;  standardowo na podłożach wybiórczych, selektywnych lub namnażających),

II. Weryfikacja aktywności prozdrowotnej kultur bakteryjnych:

  • badanie zdolności adhezji do śluzu i komórek nabłonkowych,
  • badanie aktywności antybakteryjnej wobec patogenów przewodu pokarmowego (Salmonella, Escherichia coli, Staphylococcus aureus, i inne wg potrzeby),
  • badanie oporności szczepów na antybiotyki,
  • badanie przeżywalności w niekorzystnych warunkach przewodu pokarmowego,
  • zdolność stymulacji równowagi mikroflory jelitowej,
  • badanie właściwości immunomodulacyjnych,
  • badanie właściwości pro-/antyalergicznych,

III. Ocena jakości mikrobiologicznej produktów spożywczych i surowców roślinnych (wg obowiązujących norm)

  • molekularna jakościowa charakterystyka ekosystemów bakteryjnych (produkty spożywcze, treść przewodu pokarmowego, kał ludzi i zwierząt) metodą PCR-DGGE na poziomie eubakterii lub wybranej grupy/rodzaju bakterii. Analiza może być prowadzona na materiale uzyskanym z badań in vitro oraz in vivo;
  • identyfikacja molekularna bakterii do gatunku metodą PCR z wykorzystaniem starterów komplementarnych do 16S rRNA;
  • typowanie molekularne szczepów bakterii metodą PCR-RAPD.

IV. Oznaczenie wpływu materiału biologicznego (np. składniki pokarmowe takie jak białka, cukry oraz leki i inne związki) na:

  • aktywność metaboliczną komórek Caco-2 (wykazujących cechy morfologiczno-fizjologiczne zbliżone do enterocytów jelitowych);
  • sekrecję cytokin przez komórki Caco-2;
  • na adhezję bakterii prozdrowotnych i patogennych do komórek Caco-2.

V. Analiza białek metodą elektroforezy dwukierunkowej z wykorzystaniem systemu:

  1. Aparat (Ettan IPGPhor 3), przystosowany do jednoczesnego wykonania ogniskowania w 12 paskach żelowych o różnym zakresie pH i długości od 7-24 cm. Aparat umożliwia wykonywanie analiz techniką DIGE.
  2. Aparat pionowy (Etan DALT six), posiadający wbudowany wymiennik ciepła oraz pompę cyrkulacyjną, przystosowany do wykonania rozdziałów w żelu z użyciem pasków o długości od 7 do 24 cm.
  3. Skaner optyczny (ImageScanner III) umożliwiający analizę densytometryczną żeli i blotów w trybie światła przechodzącego i odbitego.
  4. Oprogramowanie (IMAGE MASTER 2D PLATINUM v.6.0) posiadające funkcje automatycznej i manualnej detekcji spotów, analizę jakościową i ilościową spotów, możliwość porównania kilku żeli w stosunku do żelu referencyjnego, określanie mas cząsteczkowych i wartości pI w stosunku do standardów, normalizację wyników, analizę plików zapisanych w różnych formatach, analizę statystyczną. Oprogramowanie kompatybilne z zestawem do wycinania spotów i dalszej analizy (w tym analizy spektrometrii mas) spotów.

VI. Alergia pokarmowa

  • analiza specyficznych immunoglobulin E (całkowita i specyficzne IgE), metoda ImmunoCap i Euroline
  • analiza poziomu alergennych białek w żywności -mleko (kazeina, β-laktoglobulina), soja, orzeszki ziemne, gluten, jajo, metoda ELISA.

ZAKŁAD CHEMII I BIODYNAMIKI ŻYWNOŚCI

kontakt: prof. dr hab. Henryk Zieliński
tel. +48 89 523 46 06; e-mail: h.zielinski@pan.olsztyn.pl

  • badanie poziomu metabolitów fitozwiązków w płynach biologicznych i tkankach organizmów;
  • analiza biomarkerów metabolizmu spożycia żywności pochodzenia roślinnego;
  • badanie biodostępności składników żywności i wyznaczanie parametrów farmakokinetycznych;
  • analiza metabolomu roślin;
  • ilościowa i jakościowa analiza fitozwiązków:
    • antocyjanów;
    • flawonoli;
    • proantocyjanidyn;
    • izoflawonów;
    • flawononów;
    • katechin;
    • kwasów fenolowych;
    • oligosacharydów;
    • glukozynolanów;
    • produktów degradacji glukozynolanów;
    • tokoferoli;
    • tokotrienoli;
    • fitynianów;
    • związków P6 – P4;
    • kwasów tłuszczowych;
    • witaminy C;
    • betalain;
    • zredukowanego (GSH) i utlenionego glutationu (GSSG).
  • analiza właściwości przeciwutleniających:
    • TEAC;
    • DPPH;
    • ORACFL;
    • PRTC;
    • fotochemiluminescencja,
  • analiza produktów postępu reakcji Maillarda:
    • furozyny;
    • indeksu FAST;
    • fluorescencji pośrednich produktów postępu reakcji Maillarda;
    • indeksu brązowienia.
  • analiza pochodnych podofilotoksyny;
  • badania dostępności enzymatycznej produktów żywnościowych (in vitro);
  • badania właściwości fizykochemicznych surowców, produktów i komponentów żywności oraz ocena cech technologicznych doświadczalnych produktów wypiekowych;
  • analiza skrobi, sacharydów, skrobi amylazoopornej i błonnika oraz analiza białek metodą rozdziału elektroforetycznego na żelach poliakrylamidowych;
  • pomiary właściwości reologicznych hydrokoloidów, substancji lepkoelastycznych lub pseudoplastycznych, cieczy nie-Newtonowskich;
  • pomiary układów dwufazowych (właściwości pianotwórcze, emulsyjne);
  • analiza właściwości aeracyjnych; tworzenie układów emulsyjnych, m.in. mieszanin kwasów żółciowych w badaniach pojemności sorpcyjnej wobec kwasów żółciowych.

ZAKŁAD CHEMICZNYCH I FIZYCZNYCH WŁAŚCIWOŚCI ŻYWNOŚCI

kontakt: prof. dr hab. Ryszard Amarowicz
tel. +48 89 523 46 27, e-mail: r.amarowicz@pan.olsztyn.pl

  • Określenie mikrostruktury agromateriałów i żywności w skaningowym mikroskopie elektronowym i mikroskopie optycznym;
  • Komputerowa analiza żywności (DIA);
  • Analiza termodynamicznych właściwości metodą DSC;
  • Analiza właściwości mechanicznych (Instron, Texture Analyzer);
  • Analiza oligosacharydow metodą HPLC-RI;
  • Analiza kwasów fenolowych, flawonoidów i lignanów metodą HPLC-DAD;
  • Analiza białek i peptydów metodą SE-HPLC;
  • Hydroliza enzymatyczna białek.

ZAKŁAD BIOLOGICZNYCH FUNKCJI ŻYWNOŚCI

kontakt: prof. dr hab. Zenon Zduńczyk
tel. +48 89 523 46 71, e-mail: z.zdunczyk@pan.olsztyn.pl

  • perfuzja jelita cienkiego, wykorzystywana w ocenie biodostępności wybranych składników oraz ich wpływu na absorpcyjną funkcję jelit,
  • oznaczenie aktywności wybranych enzymów endogennych (sacharazy, maltazy, laktazy, aminopeptydazy) i mikrobiologicznych (α- i β-glukozydaz, α- i β-galaktozydaz oraz β-glukuronidazy) oraz produktów procesów fermentacyjnych (LKT, amoniak) w treści przewodu pokarmowego,
  • oznaczenie biomarkerów metabolizmu i zdrowia zwierząt, w tym statusu antyoksydacyjnego organizmu (m. in. analiza biochemicznych i enzymatycznych wskaźniki krwi),
  • zastosowanie technik farmakologicznych w badaniach funkcjonalnych właściwości składników diet, z wykorzystaniem indukowanej cukrzycy i zapalenia okrężnicy,
  • immunohistochemiczna lokalizacji białek na preparatach histologicznych
  • izolacja i hodowla komórkowa: keratynocytów i fibroblastów skóry
  • ekstrakcje RNA z tkanek i hodowli komórkowych w celu wykazania ekspresji określonych genów metoda qRT-PCR
  • ekstrakcje białka z tkanek i hodowli komórkowych w celu wykazania ekspresji i aktywności białek metodą Western blot i zymografii
  • transfekcje keratynocytów oraz fibroblastów skóry plazmidem zawierającym określone/wymagane cDNA

ZAKŁAD PROFILAKTYKI CHORÓB METABOLICZNYCH

kontakt: prof. dr hab. Marek Strączkowski
e-mail: m.straczkowski@pan.olsztyn.pp

Metody badawcze

  1. Klamra hiperinsulinemiczna normoglikemiczna
  2. Kalorymetria pośrednia
  3. Analiza składu ciała metodą impedancji bioelektrycznej
  4. Ocena stężeń wybranych białek w surowicy metodą ELISA
  5. Biopsja mięśnia obszernego bocznego uda
  6. Biopsja tkanki tłuszczowej podskórnej brzusznej
  7. Izolacja komórek jednojądrzastych krwi obwodowej
  8. Analiza ekspresji genów w tkankach metodą RT-PCR
  9. Analiza zawartości białek w tkankach metodą Western blot
  10. Hodowle komórek mięśni szkieletowych

LABORATORIUM MIKROBIOLOGICZNE

kontakt: dr inż. Anna Majkowska
tel. +48 89 523 46 02, e-mail: a.majkowska@pan.olsztyn.pl

Oferujemy wykonanie analiz mikrobiologicznych żywności oraz pasz metodami uwzględniającymi indywidualne wymagania Zleceniodawców. Pracownicy Laboratorium służą pomocą w zakresie doboru metod i interpretacji wyników badań.

LABORATORIUM SENSORYCZNE

kontakt: dr hab. Agnieszka Troszyńska, prof. nadzw.
tel. +48 89 523 46 26, e-mail: a.troszynska@pan.olsztyn.pl
Laboratorium Sensoryczne oferuje przeprowadzanie analiz sensorycznych żywności oraz szkolenia sensoryczne w zakresie teoretycznym i praktycznym.
Obejmują one:

  1. Selekcje, szkolenie i monitorowanie zespołu oceniającego.
  2. Metody różnicowe oraz statystyczną interpretację wyników.
  3. Metody ilościowe oraz statystyczną interpretację wyników.
  4. Metody sensorycznej analizy opisowej oraz statystyczną interpretację wyników.

Stronom zainteresowanym oferujemy pomoc w zorganizowaniu nowoczesnego, skomputeryzowanego laboratorium.
Metody statystyczne stosowane do interpretacji wyników badań:

  • Analiza wariancji ( jednoczynnikowa i wieloczynnikowa);
  • Analiza regresji  (prosta i wielokrotna);
  • Analiza składowych głównych (Principal Component Analysis – PCA);
  • Analiza skupień;
  • Metoda cząstkowych najmniejszych kwadratów (Partial Least Square Regression – PLS);
  • Przygotowanie mapy preferencji na bazie analitycznych wyników sensorycznych i ocen konsumenckich- preference mapping;

Szkolenia prowadzone są w nowoczesnej Pracowni Analizy Sensorycznej spełniającej wymagania normy PN-ISO 8589:1998, wyposażonej w 12 indywidualnych stanowisk. Skomputeryzowany system sensoryczny (FIZZ, Biosystemes, Francja) wykorzystywany jest do realizacji szkoleń, badań oraz opracowywania wyników.

Czas trwania szkolenia: w zależności od tematyki szkolenie trwa od 1 do 3 dni.

Liczba uczestników: minimalna ilość uczestników 6 osób, maksymalna 12.

PRACOWNIA METABOLOMIKI

kontakt: dr Wiesław Wiczkowski
tel. +48 89 523 46 04, e-mail: w.wiczkowski@pan.olsztyn.pl

  • Badanie poziomu metabolitów fitozwiązków w płynach biologicznych i tkankach organizmów;
  • Analiza biomarkerów metabolizmu spożycia żywności pochodzenia roślinnego;
  • Badanie biodostępności składników żywności i wyznaczanie parametrów farmakokinetycznych;
  • Analiza metabolomu roślin;
  • Ilościowa i jakościowa analiza fitozwiązków.

Czytaj więcej

Oddział Biologii Rozrodu

Kontakt:

  1. Prof. dr hab. Dariusz Skarżyński
    Zastępca Dyrektora ds. Naukowych
    tel. +48 89 531 39 31, e-mail: d.skarzynski@pan.olsztyn.pl

  2. Joanna Murawska-Kempa
    Sekretariat Oddziału
    tel +48 89 535 74 22 e-mail: j.murawska-kempa@pan.olsztyn.pl

ZAKŁAD IMMUNOLOGII I PATOLOGII ROZRODU

kontakt: prof. dr hab. Dariusz Skarzyński
tel. +48 89 539 31 30, e-mail: d.skarzynski@pan.olsztyn.pl

  1. Metody in vivo:
    • metody biotechniki rozrodu świń i krów: synchronizacja rui, superowulacja, inseminacja;
    • ultrasonograficzna (USG) diagnostyka narządów rodnych świni, krowy i klaczy;
    • laparotomia świń i krów: kaniulacja naczyń krwionośnych układu rodnego; mikrodializa ciałek żółtych i innych struktur narządu rodnego;
    • przyżyciowe pozyskiwania jajników i ciałek żółtych krów (poprzez laparotomię lub kolpotomię);
    • biopsje błony śluzowej macicy krowy i klaczy.
  2. Metody in vitro:Izolacja enzymatyczna i hodowle komórkowe:
    • komórki nabłonka i tkanki łącznej błony śluzowej macicy świni, krowy, klaczy i kotki,
    • komórki steroidogenne ciałka żółtego krowy, klaczy i kotki,
    • komórki warstwy ziarnistej pęcherzyka jajnikowego krowy,
    • komórki śródbłonka naczyń  krwionośnych ciałka żółtego i błony śluzowej macicy krowy, klaczy i kotki,
    • komórki nabłonkowe zatoki mlekonośnej wymienia krowy.

    Inkubacje tkankowe:

    • skrawki błony śluzowej macicy świni, krowy, klaczy i kotki,
    • skrawki ciałka żółtego świni, krowy i klaczy,
    • skrawki zatoki mlekonośnej wymienia krowy.
  3. Metody analityczne3.1  Metody biologii molekularnej:
    • ekspresja czynników pro- i antyapaptotycznych ( TNFα, IFNγ, IL-1α, Il-6, FasL, BCL2, BAX, Caspase3, Caspase8) i ich receptorów,
    • ekspresja enzymów szlaku steroidogenezy (3β-HSD, StAR, CYP450),
    • ekspresja enzymów szlaku metabolizmu kwasu arachidonowego:
      • szlak powstawania leukotrienów (5-LOX) i ich receptorów
      • szlak powstawania prostaglandyn (PTGS-2, PGES, PGFS, 9KPGR, AKR1B5)
    • ekspresja enzymów związanych z syntezą kwasu lizofosfatydowego (PLD i PLA2) i jego receptorów (LPA1, LPA2, LPA3, LPA4),
    • ekspresja oksytocyny i  jej receptora,
    • ekspresja czynnika wzrostu nerwów i jego receptorów (TrkA, p75) na poziomie mRNA metodą RT Real Time PCR i semiquantitative RT PCR oraz białka metodą Western-blot,

    3.2  Immunoizotopowe oznaczanie (RIA) stężeń:

    • hormonów białkowych (LH, PRL) i receptorów LH/hCG z użyciem preparatów znakowanych jodem (J-125),
    • hormonów steroidowych (P4, A4, T, E1, E2, kortyzol), prostaglandyn oraz metabolitu PGF2α – PGFM z użyciem hormonów znakowanych trytem (H3) oraz wykonywanie jodowań hormonów białkowych (LH, PRL) i cytokin (IL-1β, IL-6, TNF-α),

    3.3  Immunoenzymatyczne oznaczanie stężeń (ELISA):

    • hormonów białkowych (LH),
    • hormonów steroidowych (P4, T4, E2, kortyzol),
    • prostaglandyn (PGE2, PGF2α) oraz metabolitu PGF2α – PGFM,
    • oksytocyny i endoteliny przy zastosowaniu hormonów znakowanych peroksydazą chrzanową (HRP) lub biotyną,

    3.4  Immunocytochemiczna lokalizacja:

    • enzymów szlaku przemian kwasu arachidonowego w jajniku, macicy oraz komórkach nabłonkowych zatok mlekonośnych (PTGS-2, PGES, PGFS, AKR1B5, 5-LO),
    • cytokin w jajniku i macicy (TNF-α, IL-1α, IL-1β i innych),
    • enzymów szlaku przemian cholesterolu w jajniku (P450scc, 3β-HSD, aromatazy) oraz komórkach nabłonkowych zatok mlekonośnych (11β-HSD, 3β-HSD),
    • receptorów (TNFR I, TNFR II, IL-1αR, IL-1 βR, LTRI, LTRII, GC-R, LPAR-1, LPAR-2, LPAR-3, LPAR-4, LPAR4, OTR, TrkA, p75),
    • neuroprzekaźników i ich markerów (NPY, VIP, SOM, SP, GAL, CGRP, PACAP, DβH, VACHT, nNOS),

    3.5  Analiza parametrów krytycznych i gazometrii krwi:
    Analiza parametrów gazometrii, elektrolitów i oksymetrii przy zastosowaniu analizatora parametrów krytycznych RAPIDpoint 405 (SIEMENS).

    3.6  Morfometryczna analiza krwi:
    Podstawowe i rozszerzone badania morfologiczne krwi bydła, kozy, owcy, konia, świni, kota, psa, królika, świnki morskiej, szczura oraz myszy, przy zastosowaniu analizatora hematologicznego ADVIA 2120i (SIEMENS).

    3.7  Immunochemiczna–chemiluminescencyjna analiza krwi:
    Oznaczanie hormonów steroidowych (P4, T, E2, kortyzol) oraz markerów stanu zapalnego (Il-1β, TNF-α, IL-10, LBP), przy zastosowaniu analizatora immunochemicznego IMMULITE®1000 (SIEMENS).

    3.8  Metody proteomiczne: 2D, 2D-DIGE i MALDI-TOF/TOF w celu określenia:

    • enzymów szlaku przemian kwasu arachidonowego w jajniku, macicy oraz komórkach nabłonkowych zatok mlekonośnych (PTGS-2, PGES, PGFS, AKR1B5, 5-LO),
    • białek, które mogą być odpowiedzialne za wczesną zamieralność zarodków u świń,
    • enzymów szlaku przemian cholesterolu w jajniku (P450scc, 3β-HSD, aromatazy) oraz komórkach nabłonkowych zatok mlekonośnych (11β-HSD, 3β-HSD),
    • białek związanych z formowaniem, funkcjonowaniem oraz regresją ciałka żółtego.

    3.9  Koimmunoprecypitacja

    • Określenie związków wiążących 17-β-estradiol.

ZAKŁAD MECHANIZMÓW DZIAŁANIA HORMONÓW

kontakt: dr hab. Agnieszka Blitek prof. nadzw.
tel. +48 89 539 31 12, e-mail: a.blitek@pan.olsztyn.pl
  1. Oznaczanie zawartości hormonów i prostaglandyn metodą RIA i EIA;

  2. Izolacja i hodowla:

    • komórek błony śluzowej macicy świni,
    • komórek błony mięśniowej macicy,
    • komórek śródbłonka naczyń,
    • komórek nabłonkowych jajowodu,
    • komórek lutealnych,
    • komórek granulozy,
    • komórek trofoblastu,
    • komórek przysadki,

  3. Pozyskiwanie, hodowla in vitro, kriokonserwacja oraz transfer niechirurgiczny zarodków świni;

  4. Barwienia i analiza histologiczna tkanek i narządów układu rozrodczego;

  5. Barwienia immunohistochemiczne i immunofluorescencyjne;

  6. Skaningowa i transmisyjna mikroskopia elektronowa;

  7. Analiza Western blot;

  8. Izolacja i oczyszczanie kwasów nukleinowych;

  9. Analiza jakościowa i ilościowa DNA i RNA;

  10. Badanie ekspresji genów metodą real-time PCR;

  11. Analiza Southern blot;

  12. Transfekcje komórek wektorami plazmidowymi.

ZAKŁAD FIZJOLOGII I TOKSYKOLOGII ROZRODU

kontakt: prof. dr hab. Jan Kotwica
tel. +48 89 539 31 15, e-mail: j.kotwica@pan.olsztyn.pl

  1. Przygotowanie materiału do badań:
    • Izolacja komórek: ciałka żółtego, myometrium, endometrium, nabłonka jajowodu,
    • Hodowle komórek i skrawków: inkubator (BB 6060, Heraeus, Niemcy);
  2. Metody analityczne i pomiarowe:
  • Ocena przeżywalności komórek (test cytotoksyczności): czytnik ELISA (Multiscan EX, Labsystems, Finlandia)
  • Enzymoimmunologiczne oznaczanie hormonów steroidowych, białkowych i prostaglandyn (czytnik ELISA, Multiscan EX,Labsystems)
  • Klasyczna technika PCR i jej modyfikacje: RT-PCR, nested-PCR, touchdown PCR (system dokumentacji żeli MiniBIS Pro)
  • Pomiar zmian ekspresji genów metodą RT PCR i Real-time PCR:
  • izolacja RNA, (spektrofotometr BioPhotometr, Eppendorf, oraz spektrofotometr Nonodrop)
    • odwrotna transkrypcja, PCR (termocykler MJ Mini BioRad)
    • system detekcji dla Real-time PCR (APB Prism 7300 Applied Biosystems, USA)
    • system do analizy obrazu MiniBIS Pro (DNR Bio Imaging System, Israel)
  • 5’ i 3’ RACE PCR – szybka amplifikacja końców cDNA
  • Pomiar ilości białka metodą Western Blot: Mini PROTEAN 3 System (system dokumentacji żeli MiniBIS Pro).
  • Pomiar mobilizacji wewnątrzkomórkowych jonów Ca2+ z wykorzystaniem barwnika fluorescencyjnego Fura 2 (mikroskop Nikon Eclipse TS 100 z oprogramowaniem do analizy NIS-Elements Basic Research),
  • Immunohistochemia (kriostat, analiza obrazu – mikroskop Imager Z1-Zeiss z oprogramowaniem Axio Vision 4.8).
  • Pomiar aktywności motorycznej (kurczliwości) skrawków myometrium i jajowodu: tensometr (Hugo Sachs Elektronik, Niemcy – urządzenie na stanie ZLRF)
  • Oznaczanie katecholamin metodą HPLC z detekcją elektrochemiczną (Hewlett-Packard, Series 1050)

ZAKŁAD LOKALNYCH REGULACJI FIZJOLOGICZNYCH

kontakt: dr hab. n.wet. Barbara Wąsowska prof. nadzw.
tel. +48 89 539 31 25, e-mail: b.wasowska@pan.olsztyn.pl1. Metody in vivo

  • pomiar prędkości przepływu krwi w tętnicy macicznej świni z zastosowaniem elektromagnetycznego transducera (elektromagnetic flowmeter RT500 Narcomatic) w znieczuleniu ogólnym
  • pomiar ciśnienia wewnątrzmacicznego/pośrednio aktywności skurczowej macicy świni (Bridge Amp AD Instruments) w znieczuleniu ogólnym
  • metody biotechniki rozrodu u owiec: synchronizacja owulacji owiec (gąbki dopochwowe) i przyspieszanie sezonu rozrodczego (implanty melatoniny) do celów doświadczalnych
  • laparotomia pośrodkowa świń i owiec: owariektomia, histerektomia, wywoływanie ischemii macicy przez zamknięcie tętnicy macicznej świni, przyżyciowe pobieranie skrawków macicy, implantowanie kaniul do naczyń krwionośnych krezki macicy świni w celu wielogodzinnego pobierania krwi i/lub infuzji substancji biologicznie aktywnych (np. hormonów) w znieczuleniu ogólnym
  • implantowanie kaniul do naczyń krwionośnych głowy i szyi u świni, owcy, królika w znieczuleniu ogólnym
  • długotrwałe (12-godzinne) pobieranie płynu mózgowo-rdzeniowego z III komory mózgu u owiec
  • długotrwałe pobieranie krwi z żyły szyjnej zewnętrznej u świń i owiec
  • ciągłe monitorowanie saturacji krwi tlenem oraz nasycenie wydychanego powietrza dwutlenkiem węgla przy zastosowaniu pulsoksymetru z detektorem CO2 (Nonin Medical Inc.9847V) w znieczuleniu ogólnym

2. Metody ex vivo

  • badania aktywności skurczowej żył powierzchownych głowy świni (żyły czołowa, nosowa, twarzowa)
  • badania aktywności skurczowej izolowanych tętnic układu rozrodczego samicy świni (tętnica maciczna)
  • badania na izolowanej głowie świni, owcy, królika perfundowanej autologiczną krwią
  • badania na izolowanym jajniku, macicy (świni), jadrze (świnia, szczur) perfundowanych autologiczną krwią

3. Inkubacje tkankowe

  • skrawki podwzgórza świni

4. Metody analitycze

4.1 Metody biologii molekularnej

Ekspresja na poziomie mRNA metodą Real Time PCR (qPCR) lub Real Time PCR z zastosowaniem sondy (qPCR TaqMan) oraz białka metodą western-blot (WB):

  • czynniki związane z produkcją płynu mózgowo-rdzeniowego: VEGF, jego receptory Flt-1, Flk-1 i koreceptor NRP-1, akwaporyna-1,  akwaporyna-4, klaudyna-2 (qPCR, WB) w splocie naczyniówkowym komór mózgu u owiec
  • białka połączeń zamykających limitujących przechodzenie substancji na drodze międzykomórkowej: białka błonowe okludyna, klaudyna-1 i JAM-1 oraz białka cytozolowe ZO-1, ZO-2, ZO-3 i afadyna-6 (qPCR, WB) w splocie naczyniówkowym komór mózgu u owiec
  • białka transporterowe: transtyretyna (TTR) w splocie naczyniówkowym komór mózgu u owiec (qPCR)
  • kompleks receptora lipopolisacharydu (LPS): receptor toll-podobny 4 (TLR4), CD14 i  MD-2 (qPCR) w splocie naczyniówkowym komór mózgu u owiec
  • cytokiny i ich receptory oraz chemokiny: TNFα, IL-1β, IL-6, TNFRI, TNFRII, IL-1R1, IL-1R2, IL-6R, gp130, MCP-1 (qPCR) w splocie naczyniówkowym komór mózgu u owiec
  • metaloproteinazy i ich inhibitory: MMP2, MMP3, MMP9, TIMP-1 i TIMP-3 (qPCR) w splocie naczyniówkowym komór u owiec
  • marker hipoksji HIF-1α w macicy świni (qPCR, WB)
  • białka zegara biologicznego w podwzgórzu świni domowej: BMAL 1, CLOCK, NPAS2, PER 1-3, CRY 1-2 (qPCR TaqMan, WB)
  • receptory jądrowe powiązane z funkcjonowaniem molekularnego zegara biologicznego w podwzgórzu świni domowej: REV-ERB α, REV-ERB β, ROR α, ROR β, ROR γ – (qPCR TaqMan)
  • enzymy antyoksydacyjne w jądrach i najądrzach samca sarny oraz żubra: EcSOD, GpX 4 i GpX 5 (qPCR), SOD-1, Cat (qPCR, WB) oraz SOD-1, SOD-2 w macicy świni (qPCR)
  • receptor leptyny (Ob-Ra i Ob-Rb) w splocie naczyniówkowych komór mózgu oraz w podwzgórzu świni domowej (qPCR, WB)

4.2 Immunoenzymatyczne oznaczanie stężeń w osoczu (ELISA):

  • LPS Binding Protein u owiec
  • IL-6 u owiec

4.3 Immunoizotopowe oznaczanie stężeń (RIA) w osoczu, tkankach, płynach ustrojowych:

  • hormonów tarczycy: T3 i T4 (wolne i całkowite)
  • melatonina
  • hormonów związanych z funkcjonowaniem układu rozrodczego: estradiol, estron, progesteron, testosteron, oksytocyna, prostaglandyna F2α świni
  • hormonów białkowych: prolaktyna (PRL), luteotropina (LH), folikulotropina (FSH), aktywina A i leptyna świni

4.4.Radioizotopowe znakowanie hormonów

  • Jodowanie (J125) oksytocyny, GnRH, FSH, LH, prolaktyny, β-endorfiny

4.5 Immunohistochemiczna lokalizacja (z zastosowaniem fluorochromów):

  • białka c-Fos, produktu genu wczesnej odpowiedzi komórkowej, w strukturach mózgu świni
  • NADPH-diaforazy (metodą histochemiczną) w naczyniach krwionośnych mózgu świni
  • syntaz tlenku azotu iNOS, eNOS w macicy oraz okołojajnikowym kompleksie naczyniowym świni, w jelicie grubym szczura
  • endogennego markera hipoksji HIF-1α w macicy i jajowodach świni
  • enzymów antyoksydacyjnych SOD-1, SOD-2 w narządach układu rozrodczego samicy świni, jelicie grubym myszy
  • czynnika wzrostu śródbłonka naczyń VEGF oraz jego receptorów Flt-1, Flk-1 w splocie naczyniówkowym komór mózgu owcy białka antyapoptotycznego cFLIP w narządach układu rozrodczego samicy świni
  • komórek apoptotycznych metodą TUNEL (Terminal Transferase dUTP Nick End Labeling) w macicy świni, jelicie grubym szczura
  • enzymu hydroksylazy dopaminowej (DβH) w naczyniach krwionośnych głowy (żyła twarzowa, nosowa, czołowa) oraz okołojajnikowego kompleksu naczyniowego świni
  •  receptora leptyny w splocie naczyniówkowym mózgu oraz w podwzgórzu świni
  • receptora TLR4 (toll-like receptor) oraz CD14 w splocie naczyniówkowym komór mózgu owcy

4.6 Analiza gęstości optycznej wyrażonej w jednostkach densytometrycznych

  • pomiary intensywności reakcji barwnej obserwowanej w mikroskopie z zastosowaniem programu Axio Vision Rel. 4.8.2

ZAKŁAD BIOLOGII GAMET I ZARODKA

kontakt: prof. dr hab. Andrzej Ciereszko
tel. +48 89 539 31 36, e-mail: a.ciereszko@pan.olsztyn.pl

  1. Wyznaczenie pI oraz masy cząsteczkowej analizowanych białek nasienia kręgowców. Mapowanie białek (protein mapping) plazmy nasienia ryb i ptaków. Analiza profili białkowych.
  2. Izolacja białek i peptydów nasienia kręgowców, określenie podstawowych właściwości fizykochemicznych białek.
  3. Izolacja białek i peptydów, rozdział peptydów powstałych w wyniku trawienia białek, przygotowanie preparatów do sekwencjonowania i spektroskopii mas.
  4. Pomiar koncentracji plemników, oznaczenie podstawowych biochemicznych wyznaczników jakości nasienia, pomiar aktywności antyoksydacyjnej nasienia, analizy kinetyczne (określenie stężenia enzymów i inhibitorów, wyznaczenie stałych asocjacji dla oddziaływania inhibitor – proteinaza, wyznaczenie widm białek w zakresie UV i światła widzialnego.
  5. Elektroelucja białek z żelu.
  6. Pomiar koncentracji i przeżywalności plemników.
  7. Ocena stanu genomu plemników.
  8. Wizualizacja profili białkowych plazmy nasienia.
  9. Transfer białek na membranę, analiza Western blot
  10. Pomiar ciśnienia osmotycznego plazmy nasienia
  11. Obserwacja i analiza fluorescencyjna komórek somatycznych i gamet
  12. Rozdziały białek i kwasów rybonukleinowych na żelach poliakrylamidowych i agarozowych.
  13. Transfer białek na membranę, analiza Western Blot

ZAKŁAD BIOLOGII I PATOLOGII ROZRODU CZŁOWIEKA

kontakt: dr Jan Czerniecki
tel. +48 85 746 88 18, e-mail: j.czerniecki@pan.olsztyn.pl

  1. Izolacja DNA i RNA (automatyczna stacja do izolacji kwasów nukleinowych 6100 Nucleic Acid PrepStatus, Applied Biosystems);
  2. Analiza ekspresji genów metodą Real-Time PCR (7500 Real-Time PCR System, Applied Biosystems);
  3. Analiza polimorfizmów genowych metodą sekwencjonowania DNA (3130 Genetic Analyzer, Applied Biosystems);
  4. Analiza ekpresji białek metodą Western-Blot (elektroforeza i elektrotransfer białek oraz immunodetekcja zestaw do elektroforezy poliakrylamidowej białek i mokrego elektrotransferu, Amersham, zestaw do dokumentacji żeli-Uvitec);
  5. Hodowle komórkowe:
    • komora laminarna IVFtech Sterile,
    • inkubator IKS International NB-203XL,
    • mikroskop laboratoryjny w układzie odwróconym OlympusCKX41,
    • zamrażarka niskotemperaturowa Snijders,
    • pierwotne oraz linie komórkowe: m.in. rak janika linia CRL-11731, rak piersi linia MCF7 i MDA-MB-231, fibroblasty linia CRL 1474.

LABORATORIUM BIOLOGII MOLEKULARNEJ

kontakt: dr Monika Kaczmarek
tel. +48 89 539 31 12, e-mail: a.kaczmarek@pan.olsztyn.pl

  1. Elektroforeza SDS-PAGE i detekcja białek metodą Western blot,
  2. Izolacja RNA i DNA,
  3. Ocena czystości, jakości i ilości białek, RNA, sRNA, DNA,
  4. Elektroforeza kwasów nukleinowych,
  5. Analiza ekspresji genów w czasie rzeczywistym (real time PCR),
  6. Globalna analiza ekspresji genów,
  7. Konstrukcja, oczyszczanie wektorów plazmidowych do klonowania genów,
  8. Transfekcja komórek.

LABORATORIUM IN VITRO

Kontakt:
tel. +48 89 539 31 31, e-mail: g.bodek@pan.olsztyn.pl

  1. Cytometria przepływowa
    • Ocena proliferacji komórek (charakterystyka cyklu komórkowego różnych rodzajów komórek w hodowlach)
    • Apoptoza komórek (aneksyna V)
    • Sortowanie wyznakowanych komórek lub molekuł
  2. Mikroskopia konfokalna
    • akwizycja obrazu o wysokiej rozdzielczości w 3 wymiarach
  3. Mikrodysekcja
    • technologia bezkontaminacyjnej izolacji wyciętego materiału
    • izolacja pojedynczych komórek lub fragmentów tkanek z preparatów trwałych
    • izolacja komórek lub klonów komórek z hodowli przeżyciowych
  4. Hodowle komórkowe
    • izolacja klonów komórkowych
    • immortalizacja linii komórkowych
      • lipotransfekcja
      • elektroporacja
    • transfekcje wektorowe
    • bankowanie w ciekłym azocie

PRACOWNIA PROTEOMIKI

kontakt: prof. dr hab. Andrzej Ciereszko
tel. +48 89 539 31 36, e-mail: a.ciereszko@pan.olsztyn.pl

  • Elektroforeza dwukierunkowa (2D) – wyznaczenie punktu izoelektrycznego i masy,  cząsteczkowej białek, analiza profili białkowych;
  • Izolacja białek i peptydów przy użyciu FPLC, określenie podstawowych właściwości fizykochemicznych białek;
  • Pomiar koncentracji plemników;
  • Analizy kinetyczne (określenie stężenia enzymów i inhibitorów, wyznaczenie stałych asocjacji dla oddziaływania inhibitor – proteinaza);
  • Elektroelucja białek z żelu poliakrylamidowego.

PRACOWNIA BIOTECHNIK I BIOTECHNOLOGII ROZRODU

kontakt: prof. dr hab. Jan Glogowski
tel. +48 89 539 31 34, e-mail: j.glogowski@pan.olsztyn.pl
Posiadane obecnie zaplecze laboratoryjne, sprzętowe oraz technologiczne pozwala nam na prowadzenie i rozwijanie na odpowiednio wysokim poziomie  centrum pozyskiwania, oceny, konserwowania oraz przechowywania w ciekłym azocie  rezerw genetycznych wielu gatunków zwierząt. Posiadany system komputerowej analizy nasienia (CASA) umożliwi badanie wpływu różnych czynników, w tym występujących w środowisku toksykantów,  na morfologię i parametry ruchu plemników oraz ocenę ich jakości po kriokonserwacji.

PRACOWNIA IMMUNODIAGNOSTYKI

kontakt: doc. dr hab. Barbara Jana
tel. +48 89 539 31 40, e-mail: b.jana@pan.olsztyn.pl

  1. Immunoenzymatyczne (ELISA) i immunoizotopowe (RIA) oznaczanie stężeń hormonów:

    • hormonów białkowych (LH, PRL) i receptorów LH/hCG z użyciem preparatów znakowanych jodem (J-125)
    • wykonywanie jodowań hormonów białkowych (LH, PRL) i cytokin (IL-1β, IL-6, TNF-α),
    • hormonów steroidowych (P4, A4, T, E1, E2, kortyzol),
    • prostaglandyn (PGE2, PGF2α) oraz metabolitu PGF2α – PGFM
    • oksytocyny i endoteliny przy zastosowaniu hormonów znakowanych peroksydazą chrzanową (HRP) lub biotyną.
  2. Analiza parametrów krytycznych i gazometrii krwi:
    Analiza parametrów gazometrii, elektrolitów i oksymetrii przy zastosowaniu analizatora parametrów krytycznych RAPIDpoint 405 (SIEMENS):

    • gazometria: pH, pCO2, pO2,
    • elektrolity: NA+, K+, Ca++, Cl-,
    • glukoza, HCT,
    • oksymetria: sO2, FO2Hb, FCOHb, FHHb, FMetHb, THb,

    wraz z wieloma wyliczanymi parametrami pochodnymi.

  3. Morfometryczna analiza krwi:

    • dwutorowy pomiar leukocytów w dwóch niezależnych kanałach
    • podstawowe i rozszerzone badania morfologiczne krwi bydła, kozy, owcy, konia, świni, kota, psa, królika, świnki morskiej, szczura oraz myszy, przy zastosowaniu analizatora hematologicznego ADVIA 2120i (SIEMENS).

    Wymagana objętość próbki krwi do badań wynosi 157 µl.

  4. Immunochemiczno–chemiluminescencyjna analiza krwi przy zastosowaniu analizatora immunochemicznego IMMULITE®1000 (SIEMENS):
    • analiza stężeń hormonów nadnerczy/przysadki, płciowych (np. P4, T, E2, kortyzol),
    • analizy z zakresu fizjologii tarczycy,
    • analizy stężeń czynników wzrostu,
    • analiza markerów stanu zapalnego (IL-1β, TNF-α, IL-10, LBP),
    • analiza wskaźników alergii, anemii, cukrzycy,
    • analiza markerów kardiologicznych, chorób zakaźnych, nowotworowych,
    • stężeń leków

    Materiałem do analiz jest surowica, osocze, medium hodowlane.

  5. Analiza specyficznych immunoglobulin E przy zastosowaniu aparatu ImmunoCAP 100:
    • Phadiatop – test przesiewowy różnicujący pacjentów atopowych od nieatopowych,
    • całkowita IgE,
    • całkowita IgE (niski poziom) – dla małych dzieci,
    • specyficzne IgE  – ponad 500 alergenów pojedynczych oraz 70 mieszanek,
    • białko eozynofilowe ECP – monitorowanie leczenia astmy,
    • tryptaza – monitorowanie stanu anafilaksji,
    • gliadyny IgA i IgG – nietolerancja pokarmowa u dzieci,
    • specyficzne IgA w odniesieniu do poszczególnych frakcji mleka,
    • specyficzne IgG oraz IgG4,
    • przeciwciała przeciwtarczycowe: anty-TPO, anty-TG,
    • ponad 22 parametry z zakresu chorób autoimmunologicznych w klasie IgG, IgA,

    W celu wykonania analizy niezbędne jest 40 µl surowicy pacjenta.

  6. Jakościowe oznaczania in vitro ludzkich przeciwciał klasy IgG oraz IgE z zastosowaniem aparatu Euroimmun:
    • Metoda immunoblottingu do oceny swoistych przeciwciał klasy IgE skierowanych przeciwko alergenom w surowicy pacjenta,
    • Dostępne panele zawierające kombinacje alergenów po 20 różnych na jednym pasku testowym (wziewny, pediatryczny wziewny, pokarmowy, atopowy), dwa dla jadów owadów, oraz „Profil pediatryczny” zawierający 27 najpopularniejszych alergenów m.in.: spośród alergenów pokarmowych białko i żółtko jaja, białka mleka, mąka pszenna, ryż, soja, owoce i warzywa, a spośród wziewnych: pyłki traw i drzew, alergeny roztoczy i sierści zwierząt.

    Do wykonania analizy niezbędne jest 100 µl surowicy pacjenta.

  7. Wykrywanie białek czynnościowych (cytokiny, białka efektorowe, receptory, markery powierzchniowe lub przeciwciała) wydzielanych przez pojedyncze komórki przy zastosowaniu zestawu ELISpot (Enzyme-Linked ImmunoSpot Assay).

Adres poczty elektronicznej jest chroniony przed robotami spamującymi. W przeglądarce musi być włączona obsługa JavaScript, żeby go zobaczyć.

Adres poczty elektronicznej jest chroniony przed robotami spamującymi. W przeglądarce musi być włączona obsługa JavaScript, żeby go zobaczyć.

Czytaj więcej

Wyposażenie i metody badawcze ZBFŻ

Wyposażenie:

  • chromatograf cieczowy (UHPLC) sprzężony z trzema detektorami (QMS, PDA, RID) oraz kolektorem frakcji (Shimadzu),
  • analizator biochemiczny Pentra C200 firmy Horiba Medical,
  • analizator hematologiczny Abacus Junior Vet wykorzystywany do badania morfologicznego krwi,
  • młynek kriogeniczny Spex Sample Prep. 6870 stosowany do mielenia/homogenizacji różnorodnych próbek w ciekłym azocie,
  • aparat do stereotaksji mózgowej z systemem do wiercenia i mikroiniekcji firmy Stoelting,
  • termocykler Vapo.protect do analiz PCR firmy Thermos Scientific,
  • spektroskop Unicam Helios α wykorzystywany do oznaczania aktywności wybranych enzymów endogennych i mikrobiologicznych w przewodzie pokarmowym,
  • czytnik mikropłytek Multiskan Sky wykorzystywany do oznaczeń immunochemicznych (Thermo Scientific),
  • przenośny system Reflotron Plus do ilościowego oznaczania parametrów biochemicznych opartych na testach suchej fazy,
  • klimatyzowane pomieszczenia w Zwierzętarni z kompletem wyposażenia do utrzymywania stada matecznego oraz prowadzenia doświadczeń na 120 indywidualnie utrzymywanych szczurach oraz 36 utrzymywanych w klatkach metabolicznych.

Ważniejsze metody badawcze:

  • izolacja mRNA z tkanek oraz analiza ekspresji genów metodą ilościowej reakcji łańcuchowej polimerazy (qPCR) z zastosowaniem starterów oraz sond TaqMan,
  • pomiary masy mięśniowej i tłuszczowej szczurów z wykorzystaniem spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR),
  • perfuzja jelita cienkiego wykorzystywana w ocenie biodostępności wybranych składników diety oraz ich wpływu na absorpcyjną funkcję jelita,
  • oznaczanie aktywności wybranych enzymów endogennych (sacharazy, maltazy, laktazy, aminopeptydazy) i mikrobiologicznych (α- i β-glukozydaz, α- i β-galaktozydaz oraz β-glukuronidazy) w przewodzie pokarmowym,
  • oznaczanie metabolitów bakteryjnych w treści przewodu pokarmowego (krótkołańcuchowe kwasy tłuszczowe, kwasy żółciowe, amoniak),
  • oznaczanie biomarkerów metabolizmu i zdrowia zwierząt, w tym odnoszących się do statusu przeciwutleniającego organizmu (m.in. dialdehydu malonowego, wybranych antyoksydantów ustrojowych) oraz biochemicznych krwi (glukoza, cholesterol, trójglicerydy, hemoglobina, aktywność aminotransferaz i inne);
  • zastosowanie technik farmakologicznych i opartych o dietę do indukowania chorób przewlekłych u zwierząt laboratoryjnych (otyłości, cukrzycy, zapalenia okrężnicy i innych),
  • oznaczanie białek za pomocą testów immunoenzymatycznych (ELISA),
  • wykonywanie doustnych testów obciążenia wybranymi cukrami u zwierząt laboratoryjnych, w tym glukozą.

Czytaj więcej